Анестезия птиц.

 

 

     Мы постарались сделать упор на использование схем и препаратов, доступных в России.

Как и у других животных, общая анестезия птиц может осуществляться инъекционным или ингаляционным методом. Цель анестезиолога – выбрать для пациента такой способ наркоза, который приведет к минимальным изменениям физиологических процессов.

Идеальный анестетик для птиц создаёт минимальный стресс в системе поддержания гомеостаза, имеет большой терапевтической индекс, обеспечивает быстрое введение и выведение из наркоза, индуцирует минимальные физиологические изменения, обеспечивает адекватное обездвиживание для выполнения необходимых процедур и может использоваться в критических состояниях.

В анестезиологии птиц применяются те же принципы оценки степени риска, что и для млекопитающих.

 

     Выбор анестезирующих средств должен базироваться на статусе пациента, наличии оборудования и условий работы (анестезия в полевых и стационарных условиях). Забегая вперёд, скажу, что во всех ситуациях наилучшим выбором будет изофлуран, хотя в полевых условиях предпочтительнее может быть применение инъекционной анестезии с использованием реверсирующих препаратов.

 

Физиологические и анатомические особенности дыхательной системы птиц.

 

У пернатых, по сравнению с млекопитающими, есть несколько особенностей дыхательной системы, которые необходимо учитывать при проведении наркоза.

 

Трахея птиц состоит из замкнутых хрящевых колец, и анестезиолог должен принимать во внимание, что существует огромное разнообразие анатомических особенностей в зависимости от вида птицы. Например, у эму есть воздушные мешки, открывающиеся щелью, продолжающейся от середины до нижней трети шейной части трахеи. У некоторых пингвинов трахея двойная. Самцы многих водоплавающих птиц имеют пузыревидное расширение трахеи при входе в грудную клетку. У журавлей развит комплекс трахеальных петель, располагающихся в грудной кости.

 

Так как трахея состоит из замкнутых хрящевых колец, она неспособна растягиваться, поэтому при применении эндотрахеальных трубок с манжетами, можно повредить слизистую трахеи, при этом трахеит развивается как правило через 5-7 дней после интубации. Фиброзный налёт на внутренней стенке трахеи может привести к диспноэ, это особенно опасно для мелких и средних птиц.

Главное отличие заключается в том, что птицы не имеют дыхательных альвеол. Вместо них у птиц воздушные капилляры, которые выполняют функции газообмена. Птицы также не имеют диафрагмы, и акт вдоха полностью зависит от движений грудины, коракоида и ребер. Вообще ёмкость собственно легких относительно мала по сравнению с эквивалентными по размеру млекопитающими, хотя по всем параметрам система воздушных мешков имеет больший дыхательный объем.

 

Лёгкие птиц, по сравнению с аналогичными по размеру млекопитающими, имеют меньший объём. Так как у птиц отсутствуют альвеолы, то соответсвенно лёгкие не способны расширяться. Газообмен осуществляется в воздухоносных капиллярах, пронизанных кровеносными сосудами. Самый крупный размер капилляра на треть меньше диаметра самой мелкой альвеолы млекопитающих. Маленький диаметр неспададающихся капиляров создаёт большое давление градиента газов, способствующее эффективному газообмену. Такая система газообмена в 10 раз эффективней таковой у млекопитающих сходных размеров. Кровообращение в лёгких птиц перекрёстное, т.е. газообмен происходит и на вдохе и на выдохе. Что также повышает эффективность газообмена.

 

Эффективность газообмена зависит от соотношения поверхность/объем. Эта эффективность достигается за счет быстрого перераспределения газообразных компонентов в системе вдыхаемый воздух/кровь, что обеспечивает быстрое введение в наркоз, быстрое изменение глубины наркоза, а также быстрый выход из наркоза, при использовании ингаляционной анестезии.

Птицы очень чувствительны к концентрации СО2 в крови, при недостатке углекислоты может развиться острое апноэ. Минимальный уровень СО2 в крови, который необходим для стимуляции дыхания, у птиц составляет 25 торр.

 

Особенности анатомии и гистологии респираторной системы птиц таковы, что даже у здоровой птицы во время анестезии в дорсальном положении может наблюдаться недостаточная оксигенация. Адекватная вентиляция затруднена у некоторых птиц, имеющих большую массу грудных мышц (курообразные, гусеобразные). Интубация и применение искусственной вентиляции настоятельно рекомендуется при проведении анестезии таких птиц.

 

У птиц 9 воздушных мешков, 4 парных и один непарный. В зависимости от вида птицы воздушные мешки могут иметь дивертикулы, проникающие в шейные и грудные позвонки, в рёбра, грудину, плечевые и тазовые кости. В воздушных мешках не происходит газообмена, так как их стенки практически не содержат кровеносных сосудов, они обеспечивают двустороннее движение воздуха через паренхиму лёгких.

 

Система воздушных мешков имеет большой объем «мёртвого пространства» (у цыплят 34% от общего объёма). Благодаря двустороннему движению газов в лёгких птиц, сначала примерно 50% газа на вдохе попадает в задние воздушные мешки, не участвуя в газообмене, на выдохе газ, пройдя через паренхиму лёгких, попадает в передние воздушные мешки. Оставшиеся 50% газов на вдохе проходят через паренхиму лёких, в том же направлении что и не участвующая в газообмене часть воздуха. Такая анатомия и физиология создаёт эффект сети, делая газообмен более быстрым и эффективным, чем у млекопитающих. Если при индукции ингаляционным наркозом подать в респираторную систему птицы слишком большую концентрацию анестетика, развивается апноэ, при искусстенной вентиляции в паренхиме легких продолжается абсорбция газов, оставшихся в задних воздушных мешках. Легко испаряющиеся анестетики могут очень быстро достичь опасной концентрации в крови.

 

Другой физиологический аспект анатомического строения лёгких заключается в том, что хеморецепторы, отвечающие за парциальное давление СО2 в плазме крови, имеют большее значение, чем механорецепторы, регистрирующие изменение механического давления в капилярах лёгких. Парциальное давление углекислого газа в лёгких у кур в норме меньше на 30% такового в лёгких млекопитающих аналогичных размеров, это достигается за счет более эффективного газообмена. Поэтому птицы более чувствительны к гиперкапнии.

Вот почему так важно при анестезии поддерживать большую скорость течения кислорода через респираторную систему пернатого пациента. Она должна быть как минимум в три раза большей, чем нормальный минутный объём. Нормальный минутный объём по Кlide (1973)

 

Marley and Payne (1964) показали, что при использовании галотана РаСО2 постепенно повышается со временем, даже у птицы с нормальным респираторным ритмом. При депрессии дыхания РаСО2 поднимается намного быстрее (с 18-27 мм.рт.ст. до 50-75 мм.рт.ст за 10 мин.). При увеличении РаСО2 до 80 мм.рт.ст. птица погибает. Некоторые легко испаряющиеся анестетики могут подавлять хеморецепторы углекислого газа.

 

King and Payne (1964) в своих работах на цыплятах показали, что когда птица в дорсальном положении, минутный объём может снижаться от 10 до 60%. Это обусловлено давлением внутренних органов на воздушные мешки. Эти исследования показали, что этот эффект был больше выражен для самок, чем для самцов. В латеральном положении птицы этот эффект не так выражен, как в дорсальном.

 

Эффект гипоксии варьирует у различных групп птиц. В любом случае у птиц потребление кислорода на порядок больше, чем у млекопитающих аналогичного размера. Птицы, обладающие способностью к быстрому полёту, и птицы ныряющие лучше переносят условия гипоксии. (Dawson, 1975). Пингвины, которые при охоте способны погружаться под воду на длительный срок, лучше переносят гипоксию, чем пингвины Адели, которые не погружаются под воду на столь длительные периоды.

 

Многие препараты, используемые для общей анестезии птиц, являются депрессантами респираторной деятельности. Всё вышеперечисленное делает поддержание адекватного респираторного ритма и высокого уровня оксигенации очень важным при любой схеме анестезии. Если это не принимать во внимание, то РаСО2 очень быстро поднимается, без каких либо угрожающих признаков. Даже при большой скорости потока кислорода удаление углекислого газа может быть недостаточным. При падении частоты дыхательных движений последствия могут стать необратимыми. Быстро развиваются условия респираторного ацидоза, угнетается миокард и падает кровяное давление. Повышение РаСО2 предрасполагает к фибрилляции предсердий и желудочков и к остановке сердца.

 

 

 

Преданестезионная стабилизация и подготовка.

Инъекционная терапия - важный аспект поддержания стабильности состояния пациента. Многие больные птицы, имеющие показания к операции, отказываются от еды и воды в течение предыдущих дней, часто довольно длительный срок. При высоком уровне метаболизма у птиц, у них быстро развивается дегидратация. Заблаговременная коррекция дегидратации особенно важна для поддержания гомеостаза пациента во время анестезии.

 

При продолжительном времени наркоза птица может терять большое количество жидкости из-за большой внутренней площади воздушных мешков. Если птица уже была обезвожена, такая потеря жидкости может быть критической, привести к критическому снижению циркулирующего объёма крови, сокращению сердечного толчка, уменьшению тканевой перфузии и к анаэробному дыханию в тканях. Всё это ведёт к снижению рН крови, и развитию метаболического ацидоза. Кроме всего прочего, многие анестетики сами приводят к снижению кровяного давления.

 

Введение физиологических растворов пациентам с выраженной дегидратацией производят внутривенно или внутрикостно. Оральное или подкожное введение не всегда эффективно для восстановления или поддержания циркулирующего объёма жидкости.

Внутрикостная канюля - прекрасный путь обеспечения пациента жидкостью во время хирургических процедур. По сравнению с катетеризацией периферических сосудов внутрикостная канюля более легка в обслуживании. Внутрикостная канюля, установленная в тибиотарзальную кость, может также использоваться пациентам в критических состояниях для регидратации, переливания крови или введения лекарств.

 

Для регидратации предпочтительнее использовать лактат Рингера. Этот сбалансированный по электролитному составу раствор, более соответсвует физиологии птиц, чем растворы глюкозы. Пятипроцентный раствор декстрозы не подходит для регидратации, потому что для метаболизма декстрозы требуется много свободной воды. Во избежание гипотермии жидкие препараты перед введением их птице, находящейся в наркозе, должны быть подогреты до 36 С.

 

Жидкости вводят медленно, для предупреждения передозировки объёма. Максимальная скорость введения жидкости здоровой птице - 90 мл/кг/час. Для какаду максимальная скорость составляет 9 мл/час или 0,15 мл/мин., однако большинство пернатых пациентов не могут сохранять толерантность к такой скорости введения жидкостей.

 

Уровень электролитов и КЩС должны всегда приниматься во внимание у птиц, готовящихся к наркозу. Если невозможно определение существующего дефицита бикарбонатов, и если пациент обезвожен или критически болен, вводят по 1 мэкв/кг бикарбоната натрия с 15-30 минутными интервалами, при необходимости - максимально до 4 мэкв.

 

 

 

Рекомендации относительно голодания птиц перед наркозом варьируют от отрицания необходимости голодания до голодовки более 10 часов. Для хищных птиц мы настоятельно рекомендуем голодание в течение 24 часов перед наркозом.

 

В своей практике мы держим птицу без еды так долго, как необходимо для очищения кишечника. Птиц массой более 1 кг желательно выдержать на голодной диете 12 часов, массой от 300 гр. до 1 кг не кормить 6 часов, до 300 гр. - 3-4 часа, птиц массой менее 100 гр. не рекомендуем выдерживать на голодной диете.

 

Если зоб наполнен, то его необходимо очистить промыванием или мануально. Затем пищевод можно затампонировать марлей. Голова и шея укладываются с наклоном вверх, для уменьшения риска пассивной регургитации. Трахею желательно интубировать с помощью подходящей по размеру трубки.

 

 

Стандартное использование атропина для премедикации не применимо для птиц, так как этот препарат увеличивает вязкость респираторных секретов, замедляет перистальтику и приводит к тахикардии. Сгущение респираторных секретов при маленьком диаметре эндотрахеальной трубки может привести к её обтурации. Дополнительное учащение пульса нежелательно для пациента, и без того имеющего естественную тахикардию. Гликопирролат не вызывает нежелательных кардиологических эффектов, но также способствует сгущению респираторного секрета. Поэтому эти препараты используют только для специфической терапии при брадикардии.

Для премедикации мы рекомендуем применять карпрофен 10 мг/кг или буторфанол 4 мг/кг, за пять минут до введения основной наркотизирующей смеси. Это обеспечивает лучшую анальгезию и плавную индукцию наркоза.

 

 

Чаще всего анестезию птиц осложняют различные гепатопатии. Гепатит диагносцируют при выявлении в крови низкого уровня протеина, увеличении или снижении концентрации желчных кислот и уровня тканевых ферментов, и рентгенографическом обнаружении гепатомегалии или уменьшении массы печени. Дисфункции печени уменьшают способность птицы к биотрансформации анестентиков и могут быть также ассоциированы с коагулопатией. Применение для этих пациентов каких-либо препаратов, которые метаболизируются ферментами печени (большинство инъекционных анестетиков, галотан, метоксифлуран), противопоказано. Перед применением наркоза желательно провести гепатопротективную терапию. Если анестезия не может быть отложена до адекватной стабилизации, то используют изофлуран и назначают инъекции аналогов витамина К для нормализации свертываемости крови.

 

Ожирение обычно для птиц, содержащихся в неволе. Отложения избытка жиров затрудняют дыхание. Респираторное усилие негативно сказывается в дальнейшем, когда птица наркотизирована, и ей придано положение тела для хирургических процедур. Перед общей анестезией рекомендуются изменения диеты и коррекция метаболических нарушений.

 

При желточном перитоните, особенно у мелких видов (кареллы, неразлучники, волнистые попугайчики), часто возникает необходимость в хирургическом вмешательстве. Эти пациенты требуют тщательной стабилизации состояния перед анестезией. Процесс стабилизации затягивается иногда на недели, и в некоторых случаях хирургическое вмешательство может оказаться ненужным. Назначенные перед анестезией абдоминальная пункция и диуретики уменьшают объем жидкости в брюшной полости и улучшают способность пациента к дыханию.

 

Таких пациентов фиксируют в вертикальном положении, предупреждающем попадание абдоминальной жидкости и осколков скорлупы через разрывы в воздушных мешках в лёгкие. Операционный стол необходимо наклонить так, чтобы голова пациента находилась вверху.

При обычных процедурах с ожиревшими птицами или при скоплении абдоминальной жидкости необходима правильная интубация для обеспечения дыхания птицы. Мягкий режим IPPV помогает поддерживать адекватный уровень оксигенации. При проведении искусственной вентиляции обращают основное внимание на то, что лёгкие птицы минимально растяжимы, и давление в воздушных мешках поддерживают не свыше 15 мм.рт.ст. для предупреждения разрыва воздушных капилляров.

 

 

Ингаляционная анестезия птиц по многим параметрам предпочтительнее инъекционной. Ею можно плавно управлять в зависимости от эффекта, она имеет большую терапевтическую широту, обеспечивает быстрое введение в наркоз и выход без проблем. К преимуществам можно отнести и то, что продолжительность наркоза можно регулировать в зависимости от специфики операции, а также то, что (в особенности касательно изофлурана) эффект может быть быстро прекращен.

 

Метоксифлуран (Metafane®, Penthrane®) метаболизируется на 50%, довольно токсичен и оказывает пролонгированные эффекты на физиологические параметры. Этот газ хорошо растворяется в крови, что приводит к длительному введению в наркоз и длительному выходу из него (который может занять около часа). Такая прекрасная растворимость предупреждает быстрые изменения при глубоком наркозе, что делает анестезию птиц легко поддерживаемой на должном уровне. Однако значительное количество газа, растворенного в крови, удлиняет время, необходимое для облегчения состояния птицы в критической ситуации. Как известно, метоксифлуран может вызывать почечную недостаточность у постоянно вдыхающего его обслуживающего персонала, поэтому вентиляционная система должна полностью удалять примеси газа из помещений клиники. Так как метоксифлуран - малолетучее вещество, лучше всего использовать его в системах с открытым контуром. Это очень опасный метод анестезии птиц, и при отсутствии адекватного запаса кислорода результатом может быть быстрая смерть пациента.

 

Галотан (Halothane).

Галотан (Halothan®, Fluothane®) относительно мало раздражающий газ, требующий точного испарителя для применения. При быстром обмене газов с артериальной кровью в дыхательной системе птиц происходит быстрое ведение и выведение из наркоза. Индукция наркоза обычно начинается в течение 2-5 минут при концентрации галотана в дыхательной смеси - 3-5%; время реверсии зависит от длительности наркоза, но в среднем варьирует в пределах 5-20 минут. При использовании галотана быстро урежается сердечный ритм, который быстро нормализуется после прекращения анестезии. Поддержание анестезии обычно достигается концентрациями анестетика между 1-1,5%, увеличение периода процедуры индуцирует гипотермию у пациента. Галотан метаболизируется на 15%. Недостатком галотана для пернатых пациентов является то, что 1) апноэ и остановка сердца происходит одновременно, 2) газ усиливает чувствительность сердечной мышцы к катехоламинам, что приводит к риску возникновения аритмии, особенно при длительных хирургических операциях. Препарат может быть причиной хронических болезней печени у персонала клиники, поэтому вентиляционная система должна удалять загрязненный воздух из операционной.

 

Изофлуран (Forane®, Aerrane®, Forene®, IsoFlo®,) быстро заменяет галотан и метоксифлуран в качестве универсального газового анестетика в анестезиологии мелких животных. Популярность изофлурана обусловлена такими преимуществами, как быстрое введение в наркоз, быстрый и беспроблемный выход, управляемое изменение глубины наркоза, большая безопасность для пациента и ветеринарного персонала, минимум аритмогенных свойств, уменьшение риска кардиоваскулярной и дыхательной недостаточности. Препарат можно безопасно использовать для диагностических исследований у опасных и тяжелобольных птиц. Выход из наркоза, даже при долгих хирургических операциях, занимает несколько минут.

В зависимости от дозы, изофлуран может проявлять угнетающий эффект на дыхательную и сердечно-сосудистую систему. При этом удачно, что препарат имеет существенный интервал доз между подавлением респираторной системы и угнетением сердечной деятельности. Гипотензивные реакции отмечены у некоторых журавлей. Изофлуран метаболизируется только на 0,3%, в сравнении с 15% галотана и 50% метоксифлурана. Низкий уровень метаболизма изофлурана обеспечивает удаление при выдохе неизмененного газа из легких, тогда как небольшой остаток газа в легких или остатки токсических метаболитов в дальнейшем препятствуют быстрому выходу из наркоза. Коэффициент растворения изофлурана в крови равен 1,4 , для сравнения у метооксифлурана -13 и 2,4 для галотана. Так как порог насыщения крови изофлураном достаточно низок, газ практически не растворяется в крови, что обеспечивает высокую скорость индукции и реверсии наркоза. По вышеуказанным причинам, при адекватном обеспечении кислородом, анестезия изофлураном редко приводит к состоянию апноэ, сердечной аритмии и блокаде сердца.

 

Закись азота.

Веселящий газ успешно применен для анестезии птиц в комбинации с изофлурановой анестезией. Этот газ не обладает достаточным потенциалом для моноанестезии птиц. Однако он позволяет снизить процент изофлурана, необходимого для поддержания наркоза. Так как кардиоваскулярная и респираторная депрессия дозозависима от концентрации изофлурана, N2O - важное дополнение к режиму анестезии. N2O характеризуется большей скоростью диффузии в закрытые газовые полости, чем азот воздуха, и может диффундировать обратно. Вот почему оксид азота противопоказан в ситуациях, когда существуют замкнутые газовые полости. Так как респираторная система птиц содержит сообщающиеся воздушные мешки использование закиси азота не противопоказано, однако необходимо учитывать видовые особенности. Например, ныряющие птицы (бакланы, пеликаны и др.) имеют подкожные воздушные карманы, соответственно использование закиси азота может привести к подкожной эмфиземе. (Leslie C. Sinn. 1994)

Подводя итог этого короткого обзора ингаляционных анестетиков хочется подчеркнуть, что, на данный момент, препаратом выбора при проведении ингаляционной анестезии является изофлуран

 

Изофлуран - идеальный анестетик для птиц, поскольку:

 

• Имеет высокий терапевтический индекс.
• Быстро вводится и выводится из крови.
• Индуцирует минимальные физиологические изменения.
• Обеспечивает адекватное обездвиживание для большинства процедур.
• Безопасен для пациентов в критических состояниях.
• Малотоксичен.

 

Кислород.

Поток кислорода может в достаточной степени обеспечить точность испарения, и доставку анестезирующего газа. Для большей точности испарения минимальный расход поддерживают на уровне 500мл/мин.

B.H. Coles предлагает следующие режимы оксигенации: для маленьких птиц не менее 1л/мин., для птицы размером с курицу - 3л/мин.. Необходимости в увеличении скорости нет, это даже вредно. Так как чрезмерный поток кислорода приводит к повышенному расходу дорогого анестетика.

 

 

При выполнении хирургических операций на голове, трахее или гортани наркоз может быть осуществлён посредством интубации ключичных или абдоменальных воздушных мешков. Удобная топография обеспечивает большую скорость выполнения процедуры, которая может быть показана к применению как чрезвычайная тактика, при приступе апноэ, или когда диспноэ развивается при аспирации инородного тела. При интубации воздушных мешков животное фиксируют с вытянутыми и раздвинутыми ногами, как при операциях на половой системе. Кожу разрезают над бедренным суставом и, остановив кровотечение, прободают стенку тела в левый абдоминальный воздушный мешок. Короткую эндотрахеальную трубку вставляют в воздушный мешок и соединяют непосредственно с тройником Айера. При работе с крупными птицами эндотрахеальную манжетную трубку можно вставить между двумя последними рёбрами.

 

Исследования, проведенные на голубях и канюках, показали, что изофлуран можно безопасно вводить через воздушные мешки для поддержания хирургического уровня анестезии в течение 60 минут. У исследованных птиц отслеживали изменения температуры, пульса, давления крови и уровня СО2. В данном исследовании периодические эпизоды апноэ наблюдались, когда через трубку в воздушном мешке продували кислород. Это связано с тем, что снижение концентрации СО2 воздуха в легких и воздушных мешках уменьшает стимуляцию дыхательного центра и индуцирует апноэ. В течение 60-минутной операции применялась проточная вентиляция при отсутствии самостоятельного дыхания. Когда на 60 минуте птице в дыхательную систему подали чистый кислород для удаления остатков изофлурана, уровень углекислого газа при этом упал до 19. Такая гипокапния наблюдалась еще в течение четырех минут после возвращения к спонтанному дыханию, в результате которого уровень СО2 стабилизировался (40 у голубей, 31,7 у канюков). Начиная с 50 минуты после индукции наркоза, у голубей обычно развивается аритмия. При этом, аритмия не обусловлена гипотермией. В основном, время выхода из наркоза заняло 10-12 минут. Признаком снижения уровня СО2 во время наркоза является появление метаболического алкалоза.

 

Большинство имеющихся в наличии моделей анестезионных машин и испарителей подходят для работы с птицами. Необходим испаритель незамкнутого контура, гарантирующий точное дозирование изофлурана. Компактный испаритель для изофлурана настолько мал, что умещается в стандартной медицинской укладке (10”х12”х20”), а из других обязательных принадлежностей необходима емкость с кислородом.

 

Давление насыщенного пара изофлурана (261 мм рт.ст.) близко к галотану (243 мм рт.ст.), поэтому можно использовать одинаковые испарители для обоих препаратов. Испаритель не может использоваться для изофлурана и галотана одновременно. Переключение и работа между этими двумя веществами приведёт к разрушению испарителя. В случае перехода от галотана к изофлурану и обратно, испаритель необходимо тщательно очищать и калибровать заново.

 

 

Газовая анестезия применяется по открытому, полуоткрытому и полузакрытому контуру. Открытый контур применяется в виде маски с адсорбирующими материалами, смоченными анестезирующей жидкостью. При введении метооксифлурана можно использовать метод капельного конуса. Такие высоколетучие анестетики, как на галотан и изофлуран, примененные в высокой концентрации, быстро проникают во вдыхаемый воздух, что может быть причиной передозировки и смерти.

 

Анестезия под колпаком используется для вводной анестезии мелких млекопитающих и не применима для птиц. Эти камеры препятствуют наблюдению за пациентами, создают потенциальную опасность для травмы клюва, головы, шеи или спины, к тому же большое количество газа попадает в окружающую среду при открывании колпака.

 

Полуоткрытый контур (системы Аероса Т-образный, Y- образный, Нормановский локтевой или Кюна) предотвращает повторное вдыхание выдохнутых газов. Благодаря наличию относительно медленного стабильного потока газа в этих системах, они идеальны для пернатых пациентов.

 

Полузакрытый контур использует выдыхаемые газы для дыхания. Наличие такой циркуляции делает этот контур непрактичным для птиц.

Анестезионные системы с полуоткрытым контуром рекомендованы для пациентов до семи-восьми килограммов (большинство птиц). В них минимальное “мертвое” пространство и пациент затрачивает минимум усилий для полноценного дыхания. Это особенно важно для птиц, которые и для вдыхания и для выдыхания активно используют мышцы туловища. Такие системы, как Т-образные контуры Айера или контуры Байена можно эффективно использовать для большинства птиц. Некоторое клиническое преимущество контура Байена заключается в том, что пациент вдыхает теплые газы, при этом уменьшаются потери тепла. Для пациентов больше восьми килограммов традиционно приспосабливают педиатрические (медицинские) устройства, которые легко достать и легко эксплуатировать. Для очень крупных пациентов (страусы) используют стандартное анестезионное оборудование для млекопитающих.

 

 

Детские безманжетные эндотрахеальные трубки Мажелла или Коля (наименьший диаметр 2мм.) применяются для птиц средних и больших размеров. Безманжетные трубки используют потому, что трахея птиц состоит из замкнутых колец, что делает невозможным чрезмерное расширение трахеи при введении воздуха в манжетную эндотрахеальную трубку.

 

Как альтернативу, некоторые врачи используют самодельные трубки, изготовленные из резиновых зондов, используемых для кормления. Такие трубки значительно дешевле, чем имеющиеся в продаже, что даёт дополнительный плюс при одноразовом использовании. Во всяком случае, используются трубки, имеющие максимальный внутренний диаметр, при введении их в трахею птиц.

 

Распространенные анестезионные маски для собак или кошек не идеальны для ингаляционного наркоза птиц. Большинство масок для маленьких животных плохо подходят для птиц, в результате происходит разбавление ингаляционных газов комнатным воздухом. Из-за таких утечек летучие газы и кислород смешиваются, что приводит к необходимости коррекции потерь. Предупреждая назокомиальные инфекции, применяют одноразовые пластиковые стаканы для питья. Для птиц массой меньше 150 гр. эффективную маску можно сделать из пластикового чехла для 12 мм. одноразового шприца, закрытого резиновой мембраной, в которой сделан Т-образный разрез.

 

Позволим себе напомнить, что для уменьшения вероятности назокомиальных инфекций, вызываемых бактериями, грибами и вирусами, какое бы оборудование не использовали в ходе анестезии, его необходимо дезинфицировать.

 

 

Существуют два метода индукции анестезии изофлураном. Первый метод заключается в помещении птицы в дыхательную маску и медленном повышении концентрации газа до 2,5-3%. Однако опыт работы показывает, что лучшие результаты дает быстрая индукция 5% газом, концентрацию которого снижают затем до поддерживающего уровня 1-2%. Необходимая концентрация изофлурана варьирует у разных пациентов, это зависит от конкретной анестезионной машины и системы доставки (используемый контур).

 

Некоторые ары, совы и куринные особенно чувствительны к газовой анестезии, и у них может развиться апноэ даже при использовании изофлурана. Для чувствительных пациентов уровень поддерживающей анестезии может быть ниже 0,25%.

После индукции те пациенты, которые наркотизируются более чем на десять минут, должны быть интубированы подходящей по размеру эндотрахеальной трубкой.

 

Подводя итог, можно сказать, что ингаляционная анестезия имеет огромное количество плюсов, а, пожалуй, самым большим её минусом является высокая стоимость препаратов и необходимого оборудования.

На сегодняшний момент самым доступным вариантом для большинства практикующих врачей является анестезия с применением инъекционных препаратов. Эта анестезия имеет много недостатков, но не лишена и достоинств.

 

Инъекционная анестезия птиц имеет свои достоинства и недостатки. Здесь сказываются огромные различия в терапевтических дозах и возможность развития нежелательных физиологических эффектов, при этом проявляются как видовые, так и индивидуальные особенности. Многие инъекционные анестетики не обеспечивают адекватного наркоза без насыщения тканей, что может угрожать жизни пациента. Дозирование инъекционных препаратов опасно ситуацией, когда уровень анестезии окажется недостаточным для проведения процедур, или наркоз станет угрожающе глубоким. Большинство распространенных препаратов медленно выводятся из организма, и выход из наркоза продолжителен. Затянувшийся выход из наркоза создаёт излишний стресс, продлевает период гипотермии и усиливает отклонение от нормального физиологического статуса. Недостатком использования парентеральных анестетиков является и то, что период выхода может быть намного длиннее, чем непосредственная продолжительность анестезии в ходе вмешательства. Кроме того, выход птицы из инъекционного наркоза, как правило, сопровождается бурными некоординированными движениями, при этом создаётся опасность самотравмирования.

 

Прежде чем перейти к краткому обзору инъекционных наркотиков, позволим себе напомнить, что расчет дозировок должен всегда основываться на точной массе тела птицы. (фото взвешивание) Для взвешивания пациентов лучше всего подходят электронные весы, хотя можно пользоваться и обычными аналоговыми весами.

 

Ксилазин (Ромпун®, Рометар®) - обеспечивает хорошую миорелаксацию и хорошо выраженную анальгезию. При применении для мононаркоза может вызывать кратковременное возбуждение и судороги. Он может быть причиной брадикардиии, атриовентрикулярной блокады сердца и диспноэ. Хотя летальная доза в десять раз больше терапевтической, препарат нельзя считать безопасным для наркоза птиц.

Диазепам (Валиум®, Сибазон®, Реланиум®) - облегчает действие ГАМК на ЦНС, обладает полезным антиспастическим действием, хороший седатив и обеспечивает некоторую миорелаксацию. Комбинацию кетамин/диазепам используют в тех случаях, когда необходимы мягкие условия наркоза, при этом реже наблюдаются остановки сердечной и дыхательной деятельности во время наркоза.

Медетомидин (Домитор®) – также как и ксилазин, является стимулятором альфа 2-адренорецепторов, но обладает большим потенциалом. При моновведении приводит к седации, мышечной релаксации, анальгезии, брадикардии и периферической вазоконстрикции, последнее приводит к повышению кровяного давления. Имеет большую терапевтическую широту. Также как и ксилазин, препарат лучше всего использовать в комбинации с кетамином. Некоторые авторы считают эту комбинацию наиболее адекватной для проведения анестезии лебедей и других водоплавающих. В отличии от комбинации кетамин/ксилазин, медетомидин используется в меньших дозах.

Пропофол – вводится в/в, обеспечивает хорошую анальгезию, дозировки сильно варьируют в зависимости от вида птицы, например, сова ушастая - 4 мг/кг, ворона серая - 12 мг/кг. Наркоз длится 1-3 мин, далее следует быстрая реверсия. При болюсном введении вызывает кратковременное апноэ и брадикардию. Не практичен в виду очень малого времени действия и необходимости внутривенного введения, имеет маленькую терапевтическую широту.

 

Барбитураты.

Пентобарбитал – с успехом применялся в большом количестве работ по анестезии птиц. В дозах 30-40 мг/кг в/в применялся для анестезии голубей Graham-Jones (1966). Delius (1966) применял пентобарбитал внутримышечно чайкам в дозах 80 мг/кг. Сейчас, в некоторых странах, пентобарбитал используют для анестезии страусов, его вводят внутривенно, после седации ксилазином в/м.

Тиопентан натрия – B.H. Coles. успешно применял этот препарат для анестезии лебедей, в дозах 30 мг/кг в/в. Sykes (1964) применял его для анестезии цыплят в дозах 50 мг/кг в/в.

Тиобарбитураты и барбитураты не рекомендуются к применению в ветеринарной медицине птиц. Они имеют низкий уровень безопасности, характеризуются длительной реверсией, должны вводиться строго в/в для предотвращения периваскулярных повреждений и обеспечения соответствующего уровня анестезии.

Нейролептанальгезия- глубокая седация с анальгезией.

Эторфин - опиоид, в 1000 раз более активный, чем морфин. Коммерческий препарат Immobilon, содержащий 2,45 мг/мл эторфина гидрохлорида и 10 мг/мл ацепромазина малеата, применяется для обездвиживания страусов в дозировке 0,01мл/кг.

 

Кетамин (Ketaset®, Narkomon®, Imalgen®) - вызывает диссоциированную анестезию. Кетамин как липофильный препарат быстро распределяется в хорошо снабжаемые кровью органы, в том числе в мозг, а затем перераспределяется в ткани с пониженной перфузией. Препарат метаболизируется в печени, выводится печенью и почками. Кетамин не обеспечивает адекватной анальгезии. Это единственный внутривенный анестетик, который вызывает сердечно-сосудистую стимуляцию. Частота сердечных сокращений, артериальное давление и сердечный выброс обычно значительно увеличиваются. Этот препарат вызывает огромный разброс эффектов в зависимости от вида птицы. Так как препарат выводится почками, его применение противопоказано пациентам с почечной недостаточностью. Кроме того, кетамин значительно повышает мозговой кровоток, потребность в кислороде и внутричерепное давление. Следовательно, этот препарат, как и большинство ингаляционных анестетиков, потенциально опасен при повышении внутричерепного давления. В публикациях доза для разных видов колеблется от 5 до 75мг/кг. Препарат обычно назначают внутримышечно, первые признаки дискоординации проявляются через 3-5 минут. Стандартная длительность анестезии составляет от 10 до 30 минут, выход из наркоза может продолжаться от 30 минут до нескольких часов, время выхода дозо-зависимо. Для кетаминовой анестезии типична дыхательная депресия, повышение кровяного давления, гипотермия, медленный бурный выход из наркоза и длительное сохранение физиологических изменений.

 

Кетамин редко используется для мононаркоза, хотя в нашей практике неоднократно применялся как мононаркоз врановым и журавлям. Поскольку препарат приводит к мышечным спазмам, не обеспечивает адекватной анальгезии и приводит к многочисленным отрицательным последствиям, то для уменьшения дозы и усиления эффекта рекомендуется его использовать в комбинации с ксилазином, диазепамом, или ацепромазином. Соотношение кетамин/диазепм, кетамин/ксилазин или кетамин/ацепромазин 10:1 в мг/кг. Эти комбинации обеспечивают более быстрое плавное течение наркоза, и предотвращает бурный выход, что наблюдается при использовании только кетамина.

 

Дозировки препаратов, назначаемых в комбинации, вычисляются исходя из дозы кетамина. Уменьшение дозы необходимо при серьезных заболеваниях, педиатрических и гериартрических состояниях и для в/в введения. В этих случаях начальная доза кетамина составляет 3 мг/кг, далее добавляют по необходимости. Внутривенное введение предпочтительнее, так как препарат может титроваться в зависимости от эффекта. И ксилазин, и диазепам можно смешивать в одном шприце с кетамином.

 

Выведение из наркоза при в/в введении этой комбинации анестетиков может занять 15-45 минут, по сравнению тем, что при в/м введении, особенно при повторных введениях, выход из наркоза может занять часы (см. табл.). Выход может быть бурным. При необходимости показано введение йохимбина, как эффективного реверсирующего агента при кетамин/ксилазиновой анестезии. Для успешного прерывания кетамин/ксилазиновой анестезии у индейковых грифов успешно применяли тилазолин 15 мг/кг в/в. При респираторной депрессии у птиц во время анестезии кетамин/диазепамовой смеси возможно применение флумазенила. Использование реверсирующих препаратов делает применение кетамин/ксилазиновой анестезии более безопасным и более практичным для птиц.

 

Атипамезол (Антиседан®)– избирательный антагонист альфа2-адренорецепторов, который приводит к реверсии седативного, анальгезивного, кардиоваскулярного и респираторного эффектов от применения ксилазина и медетомидина. Препарат вводят в дозах, эквивалентных агонистам. При его применении наблюдается быстрая и бурная реверсия из наркоза, при примени комбинации кетамин/медетомидин могут потребоваться повторные введения препарата, т.к. медетомидин метаболизируется медленнее, чем атипамезол.

Флумазенил – прямой антагонист бензодиазепинов.

 

В ситуациях, когда требуется непродолжительное применение наркоза, для выполнения некоторых манипуляций, например, взятие крови, мазков из трахеи, рентгенографические исследования и т.д., предпочтительнее использование смеси изофлурана, 50% закиси азота и 50% кислорода. При этом необходимо точно дозировать количество изофлурана с помощью точного испарителя. В качестве препарата второго выбора можно использовать галотан.

При работе с крупными птицами можно пользоваться комбинацией местных анестетиков с седативными препаратами - низкие дозы кетамина с диазепамом, ксилазином или медетомидином.

 

 

Анестезия индуцируется смесью кетамина с диазепамом, или с медетомидином внутримышечно, далее наркоз обеспечивается 0,5-1% изофлурана, задаваемого с 50% закиси азота и 50% кислорода. Если планируется проведение ортопедических или офтальмологических операций, то для дополнительной анальгезии за 5 минут до введения инъекционных наркотиков вводят буторфанол 4 мг/кг или карпрофен 10 мг/кг в/м. Во всех ситуациях строго рекомендуется интубировать птицу.

 

Нами часто применяется следующая схема:

• премедикация карпрофеном (10 мг/кг) или буторфанолом (4мг/кг),
• индукция смесью кетамина и диазепама (10:1),
• интубация трахеи,
• интубация каудального абдоминального воздушного мешка,
• поддержание наркоза изофлураном, вентиляция респираторной системы птицы при этом осуществляется по проточному принципу.
• Как правило, при этом развивается состояние гипокапнии и, как следствие, апноэ.
• Мониторинг за состоянием пациента осуществляется посредством пульсоксиметра или аускультацией сердечного ритма.
• При отсутствии испарителя для летучих анестетиков применяется инъекционная анестезия.
• Мы предлагаем использовать следующую схему:
• Премедикация карпрофеном 10 мг/кг или буторфанолом 4 мг/кг. в/м.
• Диазепам или медетомидин, или ацепромазин, в крайнем случае, ксилазин в количестве 1:10 от рассчитанного количества кетамина в/м.
• С интервалом в 5 минут вводится кетамин в/м.
• Интубация трахеи подкалиберной трубкой.
• Тампонирование пищевода.
• Установка в/к или в/в катетера.
• Поток кислорода устанавливается в зависимости от вида птицы.

 

 

1. при любом виде анестезии необходимо обеспечить птицу кислородом, желательно всегда интубировать пациента, для предотвращения аспирации пищевых масс необходимо очищать зоб и тампонировать пищевод марлевым тампоном.
2. лучше иметь чрезмерный поток кислорода, чем недостаточный.
3. желательно располагать птицу в латеральном или вентральном положении.
4. необходимо следить за частотой дыхательных движений птицы, стараться не допускать снижения респираторного ритма. По возможности поддерживать анестезию на самом легком уровне.
5. обязательно необходимо обеспечить птицу дополнительным теплом, для этого можно использовать водяные подушки с горячей водой или электронагревательные коврики, при подготовке операционного поля желательно как можно меньше применять алкогольсодержащие растворы, операционный стол, должен быть сухим. Желательно подавать тёплые газовые смеси в дыхательную систему птицы, стараться избегать гипервентиляции.
6. при работе с мелкими пациентами необходимо иметь под рукой шприц с присоединённым к нему катетером для того, чтобы отсасывать слизь из эндотрахеальной трубки.
7. желательно избегать применения стандартных антихолинергических препаратов при проведении анестезии птиц.
8. не рекомендуется слишком сильно фиксировать крылья, чтобы не мешать дыхательным движениям грудной клетки.
9. если анестезионное пособие продолжается более 20 минут необходимо проводить адекватную регидратационную терапию. 0,1 мл в/м раствора Рингера каждые 10 мин для птиц массой 30-60 гр., или 1 мл/кг/час для крупных птиц. Это особенно полезно при применении препаратов, экскретирующихся черезз почки. При работе с препаратами, метаболизирующимися в печени, желательно добавить в раствор Рингера глюкозу. Желательно проводить инфузию внутрикостно или внутривенно.
10. соответствующая голодная диета.

 

 

Во многих случаях стремятся к поддержанию самого низкого уровня анестезии для достижения необходимого обездвиживания. Наркоз птиц сложно оценить по внешним признакам, глубину наркоза можно характеризовать комбинацией данных сердечных сокращений, ЭКГ или ультразвука, частоты дыхания и усилия дыхания, рефлексом на щипок, пальпебральным и роговичным рефлексом и тонусом крыльев. Эти показатели сильно отличаются у разных видов. Датчик пульсоксиметра помещают на краниальную большеберцовую артерию, на медиальную метатарзальную артерию или на область пропатагиума.

 

Болевая чувствительность проверяется на роговице, веках, клоаке, пропатагиуме, межпальцевой области, зрачке (в реакции на свет) и на грудных мышцах.

 

При легкой степени анестезии пациент сохраняет пальпебральный, роговичный и педальный рефлексы, но отсутствуют произвольные движения. Идеальный уровень анестезии соответствует стадии, когда веки птицы полностью закрыты и зрачки расширены, реакция зрачка на яркий свет замедлена, а мигательная перепонка медленно двигается по поверхности глаза. Мышцы расслабленны, наблюдается отсутствие всех болевых рефлексов. Потеря роговичного рефлекса считается показателем глубокой анестезии.

Дыхание должно быть медленным и глубоким. Если пациент погружается еще глубже в наркоз, происходит потеря всех рефлексов и дыхание становится медленным и нерегулярным.

 

Движения крыльев часто говорят о начале пробуждения. Самым лучшим уровнем анестезии для большинства процедур является такая глубина наркоза, при которой едва исчезает тонус крыльев. При инъекционной анестезии традиционное проявление признаков наркоза может отсутствовать, что затрудняет оценку состояния пациента.

 

Мониторинг уровня анестезии осуществляется посредством контроля:

 

• Частоты и глубины дыхания
• ЭКГ
• Пульса
• Реакции на щипок
• Пальпебрального рефлекса
• Температуры
• Взмахов крыльев
• Закрытия век
• Зрачкового рефлекса
• Роговичного рефлекса

 

 

Физиологические особенности птиц предрасполагают к развитию гипотермии в большей степени, чем у млекопитающих, и в результате происходят более быстрые изменения температуры тела при анестезии. Гипотермия, развивающаяся у всех птиц во время наркоза, особенно у мелких пациентов, способствует депрессии миокарда.

 

Компенсация потерь тепла в ходе хирургических операций - важный фактор успеха анестезии и благополучного возвращения к нормальному физиологическому статусу после наркоза. Кроме нарушения физиологических механизмов поддержания температуры тела, гипотермия также возникает вследствие удаления большого количества перьев для подготовки операционного поля, при постоянном продувании холодных анестезионных газов через дыхательную систему, при чрезмерном применении спиртсодержащих дезинфектантов для обработки кожи, при контакте тела с холодными теплопроводными поверхностями и при увеличении продолжительности процедур. Даже дополнительным нагреванием не всегда удается предотвратить быстрое падение температуры тела при анестезии. Снижение температуры тела на несколько градусов затрудняет выход из наркоза. Дополнительное нагревание не препятствует снижению температуры тела, вызванному наркозом, но уменьшает общие теплопотери.

 

Все пациенты, подвергаемые длительным хирургическим операциям, должны быть помещены на обогревательную подушку, где циркулирует горячая вода. Необходимо следить за тем, чтобы эти приспособления обновлялись через каждые 20 минут, по мере снижения температуры воды. Врачи должны стремиться к уменьшению применения спирта для обработки операционного поля, а вместо спирта использовать хлоргексидин или повидон йодид для уменьшения потерь тепла из-за испарения. Уменьшение потерь теплоты может быть также достигнуто применением нагревательных ламп, согреванием инъекционных растворов, особенно вводимых в/в, и теплоизоляции газовых трубок теплыми одеялами. Гипотермия у птиц наблюдается несмотря на помещение пациента на подушку, наполненную теплой водой. Температура тела (в норме: 40,5-41,5 С,) может постоянно отслеживаться в течение анестезии для правильной оценки уровня потерь тепла. У птиц, находящихся в наркозе длительный период, температура тела снижается (иногда более чем на 10 градусов), что приводит к сердечной аритмии и удлиняет период выхода из наркоза. При дальнейшей гипотермии (значительно более 10 градусов) пациент может совсем не выйти из наркоза. Для контроля температуры можно использовать обычный термометр, но его необходимо вводить в клоаку на 3-5 минут для получения более точной информации. Электронные термометры также необходимо вводить в клоаку и держать там 2-3 минуты. Более практично использовать тимпанический сканер, который даёт информацию в течение 5-6 секунд. Необходимо учитывать, что тимпаническая температура относительно выше, чем клоакальная.

 

 

У птиц пульс может быть измерен несколькими способами. Для некоторых пациентов возможно пропальпировать сердечный толчок, настолько он интенсивен. Можно использовать периферический пульс, но у мелких птиц зачастую это трудно сделать. Возможно, применение аускультации стетоскопом, хотя у пациента на хирургическом столе грудная клетка может быть труднодоступна. Птицам размером с амазонского попугая и больше для аускультации можно применять пищеводный стетоскоп с педиатрической насадкой.

 

Мониторинговая система позволяет непосредственно аускультиоровать сердце без приближения к операционному полю. При правильной установке пищеводный стетоскоп может также использоваться для мониторинга дыхания. Можно также использовать доплеровский датчик, но птицам его трудно устанавливать и обслуживать. Пульсоксиметры могут использоваться для измерения пульса чаще 250 bpm; эти приборы легко применять, и принцип их установки не похож на доплеровский. Для карелл на хирургической стадии наркоза частота пульса составляет 450 bpm. На первой стадии наркоза у голубей и канюков пульс, измеренный пульсоксиметром, равнялся измеренному непосредственно на артерии. В чрезвычайных ситуациях пульс может быть быстро измерен помещением допплеровскго датчика на глазное яблоко. ЭКГ - прекрасный способ мониторинга глубины наркоза птицы. Чем больше птица погружается в наркоз, тем меньше становятся Т-зубцы, в дальнейшем они могут совсем исчезнуть. С увеличением глубины наркоза повышается амплитуда зубца R и уменьшается S.

 

Дыхание в наркозе должно быть медленным и регулярным. Быстрые резкие дыхательные движения свидетельствуют об анестезиологических проблемах. Учащение дыхания может служить признаком уменьшения глубины наркоза, или затруднения дыхания (обтурация трахеальной трубки), или подъема парциального давления СО2. У подготовленного к операции пациента часто трудно наблюдать дыхательное усилие. Непосредственное наблюдение движений грудной клетки упрощается использованием прозрачных стерильных хирургических простыней.

 

При использовании галотана или метоксифлурана апноэ и остановка сердца могут развиться одновременно, без предварительных угрожающих признаков. При применении изофлурана апноэ обычно развивается за несколько минут до остановки сердца. Хотя некоторые виды птиц гиперчувствительны к изофлурану (ары, некоторые виды уток, пеликаны).

 

 

Косвенная оценка уровня оксигенации осуществляется с помощью оксиметра. Оксиметр показывает процент оксигенации циркулирующей крови неинвазивным способом, измеряя соотношение концентраций гемоглобина и оксигемоглобина. Датчик оксиметра может быть прикреплен к крыловой перепонке, пальцу ноги, языку или в области тибиотарзальной кости. Тибиодарзальная область одновременно доступна и обеспечивает хорошую возможность для считывания измерений. Идеальное насыщение крови составляет около 90%. Снижение уровня оксигенации меньше 80% говорит об угрожающей ситуации. Большинство птиц при самостоятельном дыхании поддерживает уровень насыщения крови в пределах 80-85%. Применение IPPV особенно ценно тем, что повышает уровень насыщения крови кислородом.

 

При адекватной оценке статуса пациента, добросовестной поддержке и мониторинге, многие анестезиологические чрезвычайные состояния могут быть предупреждены.

 

 

Если произошла остановка дыхания, необходимо прекратить подачу анестетика в респираторную систему птиц, и увеличить скорость подачи кислорода. При необходимости применяют приёмы искусственого дыхания. Если пациент не интубирован, животное должно быть немедленно интубировано в воздушный мешок или в трахею. Врач должен иметь в виду, что при интубации воздушного мешка апноэ может наблюдаться до тех пор, пока парциальное давление О2 не повысится, а парциальное давление СО2 не снизится. Если остановка дыхания произошла в ответ на инъекцию анестетика, необходимо внутривенно ввести реверсирующий препарат. Капля соляной кислоты на язык может стимулировать дыхание. Необходимо внимательно следить за уровнем пульса, реанимацию необходимо продолжать до появления самостоятельного дыхания. После появления нормальных самостоятельных дыхательных движений, можно продолжить операцию. Следует помнить, что, в случае повторных эпизодов апноэ, может произойти остановка сердца.

 

Остановка сердца сулит неблагоприятный прогноз. Попытки выйди из кризисной ситуации часто остаются безуспешными. Если действительно произошла остановка сердца, для достижения успеха необходима агрессивная террапия, с применением открытого массажа сердца. Массаж сердца можно осуществлять через разрез абдоминальной стенки, каудально от грудины. Частота сжатия должна составлять 60 или более в минуту, компрессия сердца должна сопровождаться одновременной искусственной вентиляцией. Эти мероприятия следует продолжать более пяти минут. Изредка некоторые птицы могут возвращаться к жизни после остановки сердца.

Остановка сердца у птицы во время наркоза чаще всего происходит из-за гиперкапнии, но гипоксия, побочные эффекты анестетиков, дегидратация, гипотермия и положение тела птицы во время операции являются способствующими этому факторами.

Если в процессе операции происходит массивное кровотечение, значительные объёмы потерянной крови могут быть возмещены с помощью вливаний изотонических растворов. Если существует несколько очагов кровотечения, необходима трансфузия.

 

 

Выход из наркоза должен происходить в тепле, предпочтительно в педиатрическом или птичьем инкубаторе. Послеоперационный уход следует осуществлять там, где за пациентом легко наблюдать. Птица не должна подниматься наверх до тех пор, пока не сможет уверенно сидеть на присаде.

 

Выход из инъекционного наркоза более продолжителен, чем при применении ингаляционных анестетиков, и, если применялся кетамин, он потенциально опасен аутотравмой. Вывод из наркоза лучше всего осуществлять, фиксируя птицу завернутой в полотенце, что предупреждает самотравмирование и биение крыльями. Пациента необходимо периодически пеленать, следить за состоянием глотки, где могут накапливаться слизь и рвотные массы. При сохранении депрессии дыхания, IPPV продолжают, пока у пациента не появятся самостоятельные дыхательные движения. При необходимости может быть показано применение реверсирующих препаратов. Выход даже из продолжительного наркоза с применением изофлурана требует не больше пяти минут.

 

 

 

1. Avian Medisine: principles and aplication. Wingers publishing. 1994.
2. Wallach, Boever .Diseases of Exotic Animals, Medical and Surgical Menagement. W.B Sanders company. 1983.
3. Fedde M.R. Avian respiratory phisiologi. Proc 8th Annual Vet Mid West Anestesiology Conf, 1992.
4. Lamberski N. Daniel. Fluid dynamics of intraosseous fluid administration in birds. J Zoo Wild Med 23:47-54. 1991.
5. Flammer K.Update on avian anestesia in Kirk RW (ed): Current Therrapy X. Philadelphia,WB. Saunders 1989 pp 776-780.
6. Degernes LA et al: Ketemine/xylazine anesthesia in Red tailed hawks with antagonism by yohimbine, Wild Dis, 24(2): 322-326. 1988.
7. Bertram G. Katzung. Basic & Clinical Pharmacology. Prentice-Hall International Inc. 1997.
8. Jaime Samour. Avian Medicine. Mosby 2000.
9. В.Ф.Вракин., М.В.Сидорова. Анатомия и гистология домашней птицы. Москва “Колос” 1984.

Валентин Евгеньевич КОЗЛИТИН

Илья Вячеславович ТИМЕРИН